phyllomedusa bahiana

2-REVISÃO DE LITERATURA
2.1- Ordem Anura: importância ambiental
No mundo existem mais de 5.500 espécies de anuros (Frost, 2008).
Aproximadamente metade destas espécies ocorre na Região Neotropical (Heinicke
et al., 2007). No Brasil, até o presente estão descritas 841 espécies deste grupo,
sendo que 813 pertencentes à ordem Anura (SBH, 2009). Os anuros desempenham
papel importante nas cadeias alimentares, controlando populações de vários
invertebrados, principalmente insetos. Além disso, podem ser utilizados como
bioindicadores da qualidade do ambiente, pois são muito sensíveis as alterações
ambientais, principalmente em virtude de sua pele permeável e devido aos girinos
(estágio larval), serem bastante afetados por substâncias dissolvidas na água.
Assim, a qualidade de um ambiente pode ser avaliada pela presença de anfíbios e
pela sua reprodução com sucesso (Bertoluci, 2002).
2.2- A família Hylidae e o gênero
Phyllomedusa
A família Hylidae apresenta a maior riqueza em espécies. Taxonomicamente
é dividida em quatro subfamílias: Hemiphractinae, Pelodryadinae, Hylinae e
Phyllomedusinae (Faivovich et al. 2005).
A subfamília Phyllomedusinae é composta pelos gêneros
Agalychnis,Hylomantis
, Pachymedusa, Phasmahyla, Phrynomedusa, Cruziohyla e
Phyllomedusa
Segundo Faivovich et al. (2005) o gênero
filogenia completamente resolvidas. Segundo estes autores, este gênero inclui as
espécies de Phyllomedusinae que não se encaixam nos demais gêneros.
. Este último, atualmente contém 32 espécies descritas (Frost, 2008).Phyllomedusa não apresenta taxonomia e
Phyllomedusa
está organizado em grupos de espécies, sendo reconhecidos quatro
4
grupos taxonomicamente distintos:
perinesos, Phyllomedusa tarsius
algumas espécies como
tomopterna
grupos. Além desta problemática, o monofiletismo deste grupo não foi testado
(Faivovich et al. 2005).
Phyllomedusa burmeisteri, Phyllomedusae Phyllomedusa hypochondrialis, entretanto,Phyllomedusa bicolor, Phyllomedusa palliata, Phyllomedusae Phyllomedusa vaillanti, ainda não estão definidas em nenhum destes
2.3-Declínio da diversidade de anfíbios e conservação
Estudos revelam que as populações de anfíbios estão declinando em todo
mundo. Entre os fatores envolvidos estão a perda e fragmentação de hábitat que
afetam os anfíbios e outros organismos em função do isolamento das populações,
da endogamia e do efeito de borda (Hanski, 1998; Beebe; Griffiths, 2005; Cushman,
2006). Além destes, outro efeito da fragmentação do habitat é a necessidade dos
indivíduos de migrarem por áreas maiores em busca de poças ou vegetação para a
reprodução, ficando assim mais expostos a efeitos como desidratação, predação e
poluentes em geral. Anfíbios com reprodução terrestre sofrem menos com este
efeito uma vez que não precisam migrar em busca de ambientes aquáticos (Becker
et al., 2007).
Outro fator importante que tem contribuído para o declínio dos anfíbios é a
contaminação pelo fungo
potencial virulento e que tem sido responsável pelo declínio de várias populações
mesmo em ambientes preservados (Pounds et al., 2006). Populações de anfíbios
também são afetadas com as alterações climáticas (Pounds et al., 2006), radiação
ultra-violeta, introdução de espécies exóticas (Yung et al., 2001) e compostos
químicos utilizados na agricultura (Beebee; Griffiths, 2005).
Segundo Baillie et al. (2004) não é possível determinar o grau de declínio em
grupos pouco estudados. No entanto, muitos grupos relativamente bem estudados
de plantas, aves, mamíferos, moluscos e anfíbios têm apresentado altos índices de
extinções. Para mamíferos, aves e anfíbios acredita-se que a extinção seja seletiva,
ocorrendo principalmente em determinados gêneros e famílias. Até 2004, a
Batrachochytrium dendrobatidis, um patógeno com altoWorld
5
Conservation Union
risco de extinção ou vulneráveis (Baillie et al., 2004).
A distribuição geográfica das espécies em declínio também não é ao acaso.
Espécies Neotropicais são mais afetadas que as Afrotropicais e da região
Indomalaia (Stuart et al., 2004). No Brasil, os estudos voltados para o declínio dos
anfíbios apontam alterações nas populações de 31 espécies de anuros das famílias
Leptodactylidae, Hylidae, Centrolenidae, Dendrobatidae e Bufonidae. Para estas
espécies, a competição entre as espécies em função da perda e alteração do habitat
são apontados como principais fatores que levaram à redução destas populações
(Eterovick, 2005).
Yung et al. (2001) relatam que o declínio de várias espécies de anfíbios
demonstra a necessidade de mais programas de pesquisa e de estratégias
imediatas para o manejo e conservação dos anfíbios, especialmente em regiões
onde os dados sobre a biodiversidade, abundância e distribuição das espécies ainda
são poucos. Cushman (2006) e Azevedo-Ramos e Galetti (2001) enfatizam as
grandes diferenças entre as espécies de anfíbios com relação ao habitat e às
mudanças no seu ambiente e afirmam que uma conservação efetiva requer ações
que possam atender as diferentes espécies nas suas particularidades.
O Brasil apresenta dois biomas classificados como
ameaçada, o Cerrado e a Mata Atlântica. Até o ano de 2001, para estes dois
biomas, eram descritas 150 e 280 espécies de anfíbios respectivamente, sendo
muitas destas espécies endêmicas destes biomas (Myers et al., 2000). No entanto,
sabe-se que o número de espécies descritas para estas regiões tem aumentado
anualmente em função dos estudos de levantamento e revisões taxonômicas que
vem sendo realizados. Apesar da riqueza de espécies, a condição de
biodiversidade ameaçada preocupa os ambientalistas com relação a integridade
destes biomas e das espécies ali presentes.
Estudos genéticos envolvendo este grupo, principalmente em biomas
ameaçados como a Mata Atlântica são de suma importância, uma vez que
proporcionam dados que auxiliam na compreensão da real biodiversidade local e da
diferenciação cariotípica existente entre as diferentes populações. Os dados obtidos
considerou 35 espécies de anfíbios como extintas e 1.856 emhotspots de biodiversidadehotspots de
6
à partir de análises citogenéticas são importantes para complementar as
informações necessárias em projetos de manejo e conservação destas populações e
dos biomas nas quais estão inseridas.
2.4-A citogenética e suas aplicações em estudos com anuros
A Citogenética é uma ciência que surgiu no início do século XX pela união
da Genética e da Citologia e estuda a estrutura cromossômica relacionada com a
sua morfologia, organização, função, replicação, evolução e variação (Guerra,
1988). É uma ferramenta utilizada em estudos sobre variabilidade genética (Sumner,
2003), filogenéticos e taxonômicos (Dobigny, et al., 2004).
As informações obtidas através da citogenética podem revelar diferenças e
similaridades não visíveis em nível morfológico. A grande vantagem é que estudos
citogenéticos podem atingir diferentes níveis da organização do genoma desde
estrutura até constituição molecular dos cromossomos, dependendo da técnica
aplicada. Os cromossomos podem ser estudados com relação ao seu número,
tamanho, forma e comportamento durante a divisão celular. Análises envolvendo o
nível de ploidia ou meiose podem proporcionar informações únicas sobre os
sistemas de entrecruzamentos ou modos de herança. Diferentes bandeamentos
cromossômicos podem revelar aspectos da estrutura geral e organização da
cromatina, além da localização de determinados genes ou sequências (Hillis, et. al.,
1996). Em estudos evolutivos, essas técnicas auxiliam no detalhamento das
transformações que ocorreram em grupos de espécies próximas, com cariótipos
muito semelhantes (Guerra, 1988).
A coloração convencional com Giemsa (azul de metileno e eosina) cora o
DNA e as proteínas associadas, o que possibilita uma boa visualização do
cromossomo e do centrômero na maioria dos organismos. Desta forma, permite
determinar o número e a morfologia, além de identificar heteromorfismos com
relação ao tamanho dos cromossomos.
O bandeamento C é utilizado para evidenciar a heterocromatina dentro do
genoma (Sumner, 1990). A heterocromatina é caracterizada por seu alto índice de
7
condensação, sequências repetidas de pares de base, pouca quantidade de genes,
não recombinação meiótica e replicação tardia do DNA (Grewal; Elgin, 2007), tendo
a sua replicação iniciada apenas no final da fase “S”.
Uma das características da heterocromatina que ainda gera
questionamentos entre os pesquisadores está relacionada à sua função no genoma.
Estudos indicam que esta região estaria envolvida no silenciamento gênico (Grewal;
Jia, 2007) e na organização nucleolar (Csink; Henikoff, 1996). Ainda, foi sugerido
que a heterocromatina estaria envolvida na recuperação da estabilidade telomérica
após eventos de fissões cêntricas, além de apresentar uma participação direta na
evolução cromossômica em alguns grupos de indivíduos (Imai, 1991; Imai et al.,
1988).
A distribuição da heterocromatina no cariótipo não acontece ao acaso. Os
segmentos heterocromáticos tendem a localizar-se na região pericentromérica dos
cromossomos, nos telômeros ou nas proximidades das regiões organizadoras de
nucléolos (Pieczark; Mattevi, 1998). Segundo Imai (1991), de acordo com o padrão
de distribuição nos cromossomos, a heterocromatina pode ser dividida em dois
grupos: no grupo I, que abrange entre outros, os mamíferos, peixes e formigas, a
heterocromatina encontra-se preferencialmente na região pericentromérica dos
cromossomos, enquanto no grupo II, encontrada nos anfíbios, gafanhotos e plantas,
a heterocromatina predomina na região terminal ou intersticial.
Schmid (1978), ao estudar espécies de
heterocromatina nestes dois gêneros como banda-C positiva fortemente marcada,
banda-C positiva fracamente marcada e banda-C positiva telomérica fracamente
marcada. Para estes dois gêneros duas regiões cromossômicas apareceram sempre
marcadas: regiões pericêntricas e teloméricas.
Por ser uma região com altos índices de rearranjos, o estudo da
heterocromatina é de suma importância para a compreensão dos processos
evolutivos e para evidenciar as variações cromossômicas como translocações e
inversões (Guerra, 1988).
Bufo e Hyla, classificou a
8
Outra técnica utilizada no estudo do cariótipo é a coloração por
fluorocromos, que fornecem informações a respeito da composição de pares de
bases de regiões dos cromossomos. Os fluorocromos são substâncias que
fluorescem quando expostos a um comprimento de onda específico. Em estudos
citogenéticos são utilizados fluorocromos que se intercalam no DNA e nessa
categoria, existem dois tipos: os que se ligam aos pares de base AT e GC,
respectivamente. Dentre os vários tipos existentes, os mais comumente utilizados
são DAPI (4’-6’-diamidino-2-phenylindole) e a Cromomicina A
Mattevi, 1998).
O DAPI possibilita evidenciar regiões ricas em pares de base AT e pode ser
utilizado juntamente com o contracorante DA (distamicina A), em conjunto, estes
fluorocromos fornecem um sinal mais específico para estas regiões. A Cromomicina
A
Em espécies de
que as regiões de NOR são ricas em pares de base GC e a heterocromatina
apresenta regiões com marcações AT e regiões GC positivas (Lourenço et al.,
2000).
A técnica de impregnação por Nitrato de Prata (AgNO
NOR, inicialmente proposta por Howell e Black (1980) evidencia as NORs (
Organizer Regions
os genes de rRNA. Os nucléolos são as estruturas visíveis na intérfase em função
da transcrição dos genes presentes na NOR (Warner, 1979).
Embora sabe-se que a transcrição dos genes de rRNA ocorre nos nucléolos,
o sítio exato, nos nucléolos, onde ela ocorre ainda não foi bem identificado. Análises
de microscopia eletrônica em estudos com cromossomos metafásicos tratados com
nitrato de prata, demonstraram que o material impregnado pela prata está localizado
ao redor dos cromossomos e não diretamente na fita de cromatina (Schwarzacher et
al., 1978). Estudos que combinaram as técnicas de banda NOR e fluorocromos
específicos para RNA, demonstraram marcações positivas no centro fibrilar e no
centro fibrilar denso, indicando que estas regiões do nucléolo participam do
processo de transcrição do rRNA (Wachtler; Musil, 1979).
3 (CMA3) (Pieczarka;3 é um antibiótico que tem afinidade pelos pares de base GC (Schweizer, 1976).Paratelmatobius, as análises com fluorocromos têm demonstrado3) ou bandeamento Ag-Nucleoli) ativas. As NORs são as regiões dos cromossomos que contém
9
Em muitos organismos, o gene do rRNA é formado pelas subunidades 18S,
28S e 5,8S, que são transcritos como uma unidade única de rRNA 45S que
posteriormente é processado nas unidades individuais dos ribossomos. Apesar de
existir uma homologia considerável entre os genes ribossomais em diferentes
organismos, o tamanho dos genes de rRNA, os espaçadores entre os genes e o
número de cópias nos diferentes organismos é altamente variável. Organismos com
genoma pequeno (fungos, protistas, e alguns insetos) apresentam menos que 100
cópias de genes de rRNA. No outro extremo, algumas plantas e anfíbios apresentam
mais de 10 mil cópias. Humanos tem cerca de 200 cópias de genes de rRNA
(Sumner, 2003).
Polimorfismo no número de cópias é relativamente comum, tanto entre
cromossomos homólogos de um indivíduo quanto entre indivíduos. Em algumas
espécies, o gene de rRNA está restrito a um único sítio em um par de cromossomos
homólogos embora normalmente eles estejam distribuídos por vários cromossomos.
As NORs podem estar localizadas em diferentes locais nos cromossomos, embora
freqüentemente estejam próximas às regiões terminais, sítios intersticiais também
ocorrem (Sumner, 2003).
Schmid (1978) analisou 47 espécies de
de apenas duas NORs. Por meio de inversões e translocações, as NORs teriam sido
transferidas inteiramente para outros cromossomos, em vez de inúmeras e
pequenas unidades espalhadas pelo genoma, como pode ser observado em outras
espécies. Assim, apesar da intensa especiação, o número de NORs teria
permanecido constante durante a evolução de
que a presença de um único sítio de NOR seria um estágio plesiomórfico quando
comparado com o estado de NORs múltiplas. Schmid (1982) ao analisar espécies de
23 gêneros de anuros, verificou que para a maioria das espécies, a NOR esteve
localizada na região intersticial ou na posição subterminal dos cromossomos.
As NORs normalmente são visíveis nos cromossomos como uma constrição
secundária ou satélite. Essa conformação pode ser devido a uma diferença na
estrutura com relação ao restante da cromatina, ou pode ser causada por uma
diferença na condensação do cromossomo. As NORs transcricionalmente ativas
Bufo e Hyla, e verificou a ocorrênciaBufo e Hyla. King et al. (1990) sugere
10
continuam transcrevendo RNA durante a prófase o que pode promover uma
condensação mais tardia do que o restante do cromossomo (Pikaard, 1999; Sumner,
2003).
Os nucléolos desaparecem na prófase, fase em que o envelope nuclear é
desfeito. Ao mesmo tempo cessa a transcrição do RNA, aparentemente em função
da fosforilação do fator de transcrição SL1. Alguns componentes nucleolares
permanecem nas NORs durante a metáfase e anáfase, em particular a RNA
polimerase I e o fator de transcrição UBF e SL1, as quais são as principais proteínas
que são impregnadas pelo nitrato de prata durante a técnica de bandeamento NOR
(Sumner, 2003).
2.5- Cenário geral da citogenética de anuros
A maioria dos estudos com anuros enfoca a sua taxonomia e etologia. No
entanto, os dados citogenéticos publicados para este grupo tem trazido informações
importantes com relação a número e morfologia dos cromossomos, composição e
distribuição da heterocromatina e distribuição dos pares de base no genoma (Wiley,
et al. 1989; Lourenço et al, 1998, 2000; Amaro-Ghilardi, et al. 2006; Silva et al, 1999,
2001, 2006; Bogart, 1974; Campos; Kasahara, 2006).
No gênero
2n=22 à 2n=26 (Bogart, 1974) e em uma revisão realizada para o gênero
Leptodactylus foi encontrado número cromossômico variando de
Eleutherodactylus,
2n=36. Para estes dois gêneros, Bogart (1974) e Campos e Kasahara (2006),
sugerem que a ocorrência de eventos como rearranjos do tipo Robertsoniano teriam
predominado resultando em diferentes números e morfologias cromossômicas, mas
outros eventos como inversões, translocações recíprocas e ganho ou perda de
heterocromatina, certamente teriam contribuído na diferenciação cariotípica das
espécies.
Nas espécies da família Hylidae, variações no número cromossômico entre os
diferentes gêneros também foram observadas. O número cromossômico 2n=24 foi
determinado para espécies dos gêneros
1978; Wiley, 2003), 2n=26 para
Campos e Kasahara (2006) encontraram variações de 2n=18 àLitoria e Hyla (King et al, 1990; Schmid,Cyclorana novaehollandiae e Gastrotheca pseustes
11
(King et al, 1990; Schmid 1990) e 2n=30 para
também foi observado número cromossômico de 2n=31 devido a presença de um
cromossomo B em alguns indivíduos analisados (Medeiros et al, 2006).
Estudos genéticos voltados para o gênero
Haddad, et al, (1994) estudaram a espécie
ocorrência de poliploidia, com valor de número diplóide de 2n=52 cromossomos.
Mais recentemente, Kasahara et al. (2007) descreveram o número cromossômico de
2n=26 para
Dendropsopus nanus. Nesta últimaPhyllomedusa são escassos.P. tetraploidea na qual foi verificada aP. distincta e dados obtidos com o estudo de um híbrido triplóide entreP. tetraploidea e P. distincta.

phyllomedusa bahiana

quinta-feira, 11 de novembro de 2010

Phyllomedusa bahiana

Estudos geneticos com anfibios

Ordem anura

phyllomedusa bahiana

terça-feira, 9 de novembro de 2010

Phyllomedusa bahina

Phyllomedusa bahiana

Phyllomedusa bahiana